体腔液的收集
首先对采样部位进行剃毛与消毒。采集体液可以用普通针头（18-22G）直接穿刺，如果有条件建议使用蝴蝶针头/头皮针（butterfly needle），甚至在穿刺针头与注射器之间连一个三通管，但应注意正确运用三通管。这样胸腹腔采集时，不容易因为动物挣扎而脱落或刺伤内脏。
1.胸水的采集
主要采用胸腔穿刺法收集实验动物的胸水。穿刺部位一般是胸腔后1/3，第6-8肋间肋软骨交界处。穿刺肋间肌时有一定阻力，当阻力消失有针落空感时，表明已刺入胸腔，即可缓缓抽取胸水。（1）动物应俯卧或站立保定，尤其是已有呼吸困难的动物，尽量不要侧卧保定或使用镇定、局麻，这会增加呼吸难度。（3）穿刺应用手控制针头的深度，以防穿刺过深刺伤肺脏。（4）穿刺时应避免损伤肋间血管和神经。由于血管和神经贴着肋骨的后缘，为了不伤及它们，针头应该贴着肋骨的前缘进入。如果实验不要求动物继续存活，也可处死实验动物剖开胸腔采集胸水。
2.腹水的采集
主要利用腹腔穿刺法进行采集。穿刺点在腹下剑状软骨后方，腹中线两侧，小动物在腹中线肚脐后方1-2cm处，可以稍稍靠右侧以避开腹中线镰状脂肪与脾脏。实验动物被固定于站立位，用注射器或穿刺套管针与腹壁垂直刺入，针尖有落空感后，腹水多时可见因腹压高而自动流出，如腹水太少，可借助注射器抽取。（1）采样前可让动物自行排尿或按摩排尿，排空膀胱以免误穿。（2）如若腹水量较大，应缓慢地间歇地抽出，以免腹内压突然下降而导致动物出现循环功能障碍等问题。
消化液的采集
1.唾液的采集
在急性实验中，一般采用通过食物的颜色、气味等刺激动物的视觉、嗅觉而致动物唾液分泌增加，再引入导管收集唾液——用吸管直接插入动物口腔或唾液腺导管抽吸唾液。此法非常简单，但从口腔抽吸唾液会有杂质混入。在慢性实验中，则采用制造腮腺瘘法采集唾液，这种方法可以收集到较纯净的唾液。
2.胃液的采集
急性实验时，同样通过刺激，使实验动物胃液分泌增加，采用插胃管的办法直接收集胃液。先将动物麻醉，如果是犬等大型动物，可以将插胃管经口插入胃内，在灌胃管的出口连一注射器，以收集到胃液；如是大鼠，需手术剖腹，从幽门端向胃内插入一塑料管，再由口腔经食管将一塑料管插入前胃，用pH7.0、35℃左右的生理盐水，以12ml/h的流速灌胃，收集流出液。在慢性实验中，收集胃液多用胃瘘法。应用该法，可以待动物恢复健康后，在动物清醒状态下反复采集胃液。
3.胰液和胆汁的采集
需要进行手术。在动物实验中，主要是通过对胰总管和胆总管的插管而获得胰液或胆汁。有时也可通过制备胰瘘和胆囊瘘来获得胰液和胆汁。
尿液的采集
实验动物的尿液常用的采集方法较多，常用代谢笼采集，也可通过其他装置来采集。一般在实验前需给动物灌服一定量的水。
1.代谢笼法
代谢笼是一种特别设计的为采集实验动物各种排泄物的密封式饲养笼，用于收集实验动物自然排出的尿液。此法较常用，适用于大鼠、小鼠。将动物放在特制的代谢笼内，动物排便时，可以通过笼子底部的大小便分离漏斗将尿液与粪便分开，达到收集尿液的目的。Tips：由于大鼠、小鼠尿量较少，操作中损失和蒸发，各个鼠膀胱排空不一致等原因，都可造成较大的误差，因此一般需收集5h以上的尿液，最后取平均值。
2.导尿法
常用于犬、猴等大动物，动物轻度麻醉，仰卧固定于实验台上，由尿道插入导尿管，用甘油润滑导尿管。用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液。
3.输尿管插管法
一般用于要求精确计量单位时间内实验动物排尿量的实验。剖腹后，将膀胱牵拉至腹腔外，暴露膀胱底两侧的输尿管。在两侧输尿管近膀胱处用线分别结扎，于输尿管结扎处上方剪一小口，向肾脏方向分别插入充满生理盐水的插管，用线结扎固定插管，即可见尿液从插管滴出（前几滴是生理盐水），塑料管的另一端与带刻度的容器相连或接在记滴器上，以便记录尿量。（1）采尿过程中要用38℃热生理盐水纱布遮盖切口及膀胱。（2）在实验过程中应经常活动一下输尿管插入管，以防阻塞。
4.压迫膀胱法
实验人员用手在实验动物下腹部加压，当加的压力足以使动物膀胱括约肌松弛时，尿液会自动流出，即行收集。此法适用于兔、猫、犬等较大动物，可实现间隔一定的时间，收集1次尿液。
5.膀胱穿刺法
实验动物麻醉固定后，剪去下腹部耻骨联合之上，腹正中线两侧的被毛，消毒后用注射针头接注射器穿刺。取钝角进针，针头穿过皮肤后稍微改变角度，以避免穿刺后漏尿，然后刺向膀胱方向，边缓慢进针边回抽，直到抽到尿液为止。
6.反射排尿法
适用于小鼠，因小鼠被人抓住尾巴提起时排尿反射比较明显，可以利用这一反射收集尿液。Tips：当鼠类被提起尾巴排尿后，尿滴挂在尿道外口附近的被毛上，不会马上流走，操作人员应迅速用吸管或玻璃管接住尿滴。
骨髓的采集
采集骨髓一般选择胸骨、肋骨、髁骨、胫骨和股骨等造血功能活跃的骨组织。猴、犬、羊等大动物骨髓的采集用活体穿刺取骨髓的方法。先确定穿刺点，左手拇、食指绷紧穿刺点周围皮肤，右手持穿刺针在穿刺点垂直进针，小弧度左右旋转钻入，当有落空感时表示针尖已进入骨髓腔。用左手固定穿刺针，右手抽出针芯，连接注射器缓慢抽吸骨髓组织。大、小鼠等小动物骨头小难穿刺，只能剖杀后采胸骨、股骨的骨髓。用颈椎脱臼法处死动物，剥离出胸骨或股骨，用注射器吸取少量的生理盐水，冲洗出胸骨或股骨中全部骨髓液。如果是取少量的骨髓作检查，可将胸骨或股骨剪断，将其断面的骨髓挤在有稀释液的玻片上，混匀后涂片凉干即可染色检查。
脑脊液的采集
用左手姆、食指固定穿刺部位的皮肤，右手持腰穿刺针垂直刺入，当有落空感及动物的后肢跳动时，表明针已达椎管内(蛛网膜下腔)，回抽，即可见脑脊液流出。Tips：如果无脑脊液流出，可能是没有刺破蛛网膜，轻轻调节进针方向及角度；如果脑脊液流的太快，插入针芯稍加阻塞，以免导致颅内压突然下降而形成脑疝。在大鼠麻醉后，头部固定于定向仪上。头颈部剪毛、消毒，用手术刀沿纵轴切一纵行切口(约2cm）用剪刀钝性分离颈部背侧肌肉。为避免出血，最深层附着在骨上的肌肉用手术刀背刮开，暴露出枕骨大孔。由枕骨大孔进针直接抽取脑脊液。Tips：采完脑脊液后，应注入等量的消毒生理盐水，以保持原来脑脊髓腔的压力。
